Entwicklung einer Flussbarsch-Aquakultur unter Brackwasserbedingungen in Mecklenburg-Vorpommern

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1 Abschlussbericht Entwicklung einer Flussbarsch-Aquakultur unter Brackwasserbedingungen in Mecklenburg-Vorpommern Forschungs-Nr.: DRM 129 Laufzeit: verantw. Themenbearbeiter: Frederik Buhrke Themenbearbeiter Institutsleiter Institut für Fischerei Südstraße Born a. Darß 1

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3 GLIEDERUNG Seite 1 Zusammenfassung Einleitung Erprobung physiologischer Ansprüche an das Haltungsmanagement/ Verfahrenserprobung der Produktion Allgemeine Übersicht Laichtierhaltung Allgemeiner Überblick Haltungssysteme Rekrutierung von Elterntieren Alter und Größe von Elterntieren Fütterung Haltungsbedingungen Herausforderungen der Laichtierhaltung Vermehrung/Laichgewinnung Allgemeine Übersicht Verwendung von Wildlaich Vermehrungsmethoden Erbrütung Allgemeine Übersicht Erbrütung Erbrütung Eientwicklung Larvenaufzucht Allgemeiner Überblick Haltungseinheiten Anfütterung Lebendfutterproduktion Lichtregime Probleme der Flussbarschaufzucht Schwimmblasenfüllung Deformationen Hohe Verlustraten Stressminderung der Aufzucht durch ein optimiertes Lichtregime Kannibalismus Sortierung Satzfischhaltung Einfluss der Salinität auf die Aufzucht von Flussbarschfingerlingen 35 1

4 3.8.2 Temperaturversuch, Erprobung verschiedener Fütterungsintensitäten Test unterschiedlicher Fettgehalte und Schwimmeigenschaften von Futter zur Aufzucht von Barschfingerlingen Versuche zum Einfluss der Beckenform Erprobung verschiedener Beckenfarben Mast Erprobung unterschiedlicher Futtersorten Erprobung unterschiedlicher Futterrationen auf die Mast von Flussbarschen Produktqualität Steigerung der Produktqualität durch Färbung des gesamten Fischs mit carotinhaltigem Futter Einfluss von Futtermitteln auf die Produktqualität von Flussbarschen 54 4 Außersaisonale Reproduktion Allgemeine Übersicht Eireifestadien 61 5 Prüfung von Zuchtmethoden/ Triploidisierung Vereinfachte ökonomische Bewertung der Produktion von Flussbarschen Allgemeiner Hintergrund Beispielkalkulation 100 t Mastanlage Überleitung Literaturverzeichnis Internetquellen Anhang II Abschlussbericht

5 Tabellenverzeichnis Seite Tabelle 1: Übersicht Elterntiere (Mittelwerte ± SD, TL = Totallänge) 5 Tabelle 2: Zusammensetzung Skretting Forelle Vitalis (8 mm) 7 Tabelle 3: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße bis zum juvenilen Flussbarsch von 5 g Gesamtgewicht 20 Tabelle 4 Physikalische Wasserwerte (Mittelwerte ± Standardabweichung) 24 Tabelle 5: Deformations- und Überlebensraten (± SD) vom Flussbarsch der Versuchsgruppen am Versuchsende (für a und b sind Werte auf einem Level von p 0,05 signifikant verschieden) 30 Tabelle 6: Durchschnittliche spezifische Wachstumsrate und durchschnittlicher Futterquotient von juvenilen Flussbarschen der Behandlungen ± SD 31 Tabelle 7: Durchschnittliche Deformations- und Überlebensrate von juvenilen Flussbarschen der Behandlungen ± SD 31 Tabelle 8: Durchschnittliche Überlebensrate von Flussbarschen in Abhängigkeit vom Lichtregime je Behandlung in % ± SD 32 Tabelle 9: Auflistung verschiedener Behandlungen des Versuchs 36 Tabelle 10: Auflistung der verschiedenen Behandlungen des Versuchs mit Flussbarschen 40 Tabelle 11: Futtergröße und Futterart in Bezug zur Fischgröße über den gesamten Produktionsprozess von Flussbarschen 49 Tabelle 12: Verwendete Futtersorten mit Angabe der Inhaltsstoffe für den Versuch mit Flussbarschen 50 Tabelle 13. Zusammensetzung der Versuchsfutter nach Ergebnis LUFA 55 Tabelle 14: Rohprotein und Rohfettanteil von Flussbarschen in Prozent (%) der TM je Behandlung, n= 15 bei drei verschiedenen Trockenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA 55 Tabelle 15: Übersicht der Fettsäurezusammensetzung von Flussbarschen der drei Versuchsgruppen (in g / 100g FM, n = 15 je Behandlung) bei drei verschiedenen Trockenfuttermischungen nach Ergebnis LUFA 56 Tabelle 16: Übersicht der Gonadengewichte in g ± SD von Flussbarschen aus zwei Herkünften im Versuch 58 Tabelle 17: Übersicht der Totallängen in cm und Frischmassen in g ± SD von Flussbarschen aus zwei Herkünften im Versuch 58 Tabelle 18: Gesundheitszustand der Leber von Flussbarschen aus zwei Herkünften verschiedener Behandlungen des Versuchs (Leberzustand anhand von Färbung und Zersetzungszustand beurteilt) 58 Tabelle 19: Gesamtgewicht, Durchschnittsgewicht und durchschnittliche Länge der Laichtiere vom Flussbarsch (n=45) pro Rinne bei unterschiedlicher Fütterung zum Beginn des Versuchs 59 Tabelle 20: Individuelle Frischmassen und Totallängen von Flussbarschen für einen Versuch zur Erzeugung von Frühbrut 61 Tabelle 21: Beispielkalkulation der Vollkosten einer 100 t Mastanlage ( /a) für Flussbarsche (modifiziert nach Schmidt, 2015) 64 Abschlussbericht III

6 Abbildungsverzeichnis Fotos und Grafiken sind, soweit nicht anders bezeichnet, vom Autor selbst erstellt. Seite Abbildung 1: globale Aquakulturproduktion von Flussbarschen seit 1950 in Tonnen 3 Abbildung 2: geeignete Einheiten zur Laichtierhaltung: Teich (oben links); Durchflussrinne (oben rechts), Kreislaufanlage Rinnen (unten links); Kreislaufanlage Rundbecken(unten rechts) 5 Abbildung 3: Flussbarsche in Born: Wildlaicher P0 (oben), Born F (Mitte), Born F (unten) 6 Abbildung 4: TK-Stinte (4-11 cm) 7 Abbildung 5: verstorbenes Laichtier 8 Abbildung 6: Kormoran auf Laichteich 8 Abbildung 7: Durchflussrinne mit installierten Unterständen aus Schilfmatten/Ästen 9 Abbildung 8: Laichteich in Born mit installiertem Vogelschutznetz 9 Abbildung 9: künstliche Befruchtung vom Flussbarsch: laichreife Rogner (oben links), Spermiengewinnung mit Spritze (oben Mitte), Spermiengewinnung durch Abstreifen (oben rechts); trockenes Eiband (unten links); Aktivierung der Befruchtung durch Zugabe von Wasser, Eizahlbestimmung (unten Mitte) und Überführung in ein Zugerglas für die Erbrütung (unten rechts) (Fotos: M. Schmidt 2015) 11 Abbildung 10: verschiedene Laichsubstrate mit Eibändern(von links nach rechts): Reisig, Laichmatte, Laichbürste, künstliche Wasserpflanzen 12 Abbildung 11: Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches in Schwimmkörben im Brackwasser (links) und in McDonalds Gläsern (rechts) 13 Abbildung 12: Unterschiedliche Erbrütungseinheiten für die Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches: Erbrütungsrinne (links), McDonalds-Gläser (Mitte), Zugerglas (rechts) 13 Abbildung 13: befruchteter Barschlaich (1 Tag alt) 14 Abbildung 14: Ei eines Flussbarsches 5-6 Tage nach der Befruchtung 15 Abbildung 15: Augenpunktstadium eines Flussbarsches 9 Tage nach Befruchtung 15 Abbildung 16: Dottersacklarve eines Flussbarsches (4 mm) direkt nach dem Schlupf (links); gesammelter Schlupf eines Tages (rechts) 16 Abbildung 17: Haltungseinheiten für Flussbarschlarven: Räumermodul (oben links); Rinnen (oben rechts); Aquarienmodul 90 l (unten links); Aquarienmodul 40 l (unten rechts) 17 Abbildung 18: Konzentration von Flussbarschlarven mittels Licht im Räumermodul 19 Abbildung 19: 5 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Verdauungstrakt 20 Abbildung 20: 12 Tage alte Flussbarschlarve mit gefülltem Magen und Darmtrakt 20 Abbildung 21: Frischmasseentwicklung (FM) von Flussbarschlarven über den Versuchszeitraum (Mittlere Gesamtmasse ± Standardabweichung), Art-= Fütterung A (Artemia); Art +F = Fütterung B 22 Abbildung 22: Totallängenentwicklung (TL) von Flussbarschlarven über den Versuchszeitraum (Mittlere Totallänge ± Standardabweichung) Art-= Fütterung A (Artemia) und was ist Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C, Nullprobe = Anfangslänge nach Schlupf 22 Abbildung 23: Nitritgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 23 Abbildung 24: Ammoniumgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 23 Abbildung 25: Nitratgehalt in mg/l über den gesamten Versuchszeitraum 24 Abbildung 26: Entwicklung der absoluten täglichen Verlustzahlen von Flussbarschlarven der verschiedenen Behandlungen in Stück über den gesamten IV Abschlussbericht

7 Versuchszeitraum Art-= Fütterung A (Artemia), Art +F = Fütterung B, TF = Fütterung C 25 Abbildung 27: Zylinder zur Artemienerbrütung (links), Gerät zur Separierung von magnetisierten Zysten, Eischalen und geschlüpften Nauplien (rechts) 27 Abbildung 28: Verringerung der Oberflächenspannung durch Oberflächenskimmer (links) und Oberflächenberieselung (rechts) 27 Abbildung 29: Schwimmblasenfüllung beim Flussbarsch erfolgreich (oben) bzw. keine Schwimmblasenfüllung (unten) 28 Abbildung 30: Wirbelsäulenverkrümmung beim Flussbarsch (oben), Maulverkrüppelung (unten links), diverse Wirbelsäulenverkrümmungen (unten rechts) 29 Abbildung 31: Versuchsaufbau eines Moduls 29 Abbildung 32 : Mittlere Frischmassen von juvenilen Flussbarschen in g am Versuchsende (± SD) der verschiedenen Behandlungen (für a und b sind Werte auf einem Level von p 0,05 signifikant verschieden) 30 Abbildung 33: verendete Jungbarsche (fehlende Augäpfel) 31 Abbildung 34: Kannibale und Beute 2,5 Wochen nach Schlupf (oben links); Juveniler Flussbarsch mit angefressenen Flossen (oben rechts); verendeter Kannibale mit Artgenossen im Schlund (unten links); stark heterogenes Wachstum bei Flussbarsch-Jungfischen (unten rechts) 32 Abbildung 35: Summe der insgesamt aufgetretenen Kannibalen beim Flussbarsch in Abhängigkeit von der Halterungstemperatur am Versuchsende 33 Abbildung 36: Sortierkästen zur Sortierung verschiedener Fischgrößen 34 Abbildung 37: Flussbarschsatzfische (7-10 g) 34 Abbildung 38: Larvenmodul zusätzlich modifiziert mit Kühlgerät und Sandfilter 36 Abbildung 39: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütterungsintensität A (1,5 % d -1 ) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 37 Abbildung 40: Futterquotient von Flussbarschen (gefüttertes Futter/Zuwachs) der Behandlungen mit der Futterintensität A (1,5 % d -1 ) 37 Abbildung 41:Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken mit der Fütterungsintensität B (2,0 % d -1 ) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 38 Abbildung 42: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Behandlungen mit der Futterintensität B (2,0 % d -1 ) 38 Abbildung 43:Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in g in Becken mit der Fütterungsintensität C (2,5 % d -1 ) und unterschiedlichen Haltungstemperaturen über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 39 Abbildung 44: Futterquotient (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der Behandlungen mit der Futterintensität C (2,5 % d -1 ) 39 Abbildung 45: Durchschnittsgewichte in g von Flussbarschen in Becken über den Versuchszeitraum (FM= Frischmasse) 41 Abbildung 46: Futterquotienten (gefüttertes Futter/Zuwachs) von Flussbarschen der verschiedenen Behandlungen über den Versuchszeitraum 41 Abbildung 47: SGR (spezifische Wachstumsrate in % je Tag) von Flussbarschen der drei Behandlungen über den Versuchsverlauf 42 Abbildung 48: Larvenmodul mit runden und eckigem Becken 43 Abbildung 49: Entwicklung der Durchschnittsgewichte von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 43 Abbildung 50: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 44 Abschlussbericht V

8 Abbildung 51: Entwicklung der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d -1 ) von Flussbarschen in runden (R) und eckigen (E) Becken über den Versuchszeitraum (6 Wochen) 44 Abbildung 52: Aufbau Larvenmodul für den Versuch zum Einfluss der Beckenfarbe 45 Abbildung 53: Mortalität von Flussbarschen der verschiedenen Behandlungen zu Beckenfarben über den Versuchsverlauf 46 Abbildung 54: Entwicklung des Futterquotienten von Flussbarschen über den Versuchsverlauf bei unterschiedlichen Beckenfarben 46 Abbildung 55: Entwicklung des Gesamtgewichts pro Behandlung von Flussbarschen über den Versuchszeitraum 47 Abbildung 56: Entwicklung des Durchschnittsgewichts der Behandlungen in g von Flussbarschen über den Versuchsverlauf 47 Abbildung 57: Verlauf der SGR (spezifische Wachstumsrate in % d -1 ) von Flussbarschen über den Versuchszeitraum 48 Abbildung 58: Wachstumsleistung des Flussbarsches im Kreislauf bei 23 C Haltungstemperatur 2014/ Abbildung 59: Mittlere Totallängenentwicklung in mm beim Flussbarsch über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) mit vier unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) 51 Abbildung 60: Mittlere Gewichtszunahme beim Flussbarsch (Frischmasse) in g über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlichen Futtersorten (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) 51 Abbildung 61: Futterquotient beim Flussbarsch pro Versuchsansatz (aufgenommenes Futter in kg / Zuwachs in kg) im letzten Versuchszeitraum ( ) (A = Efico Enviro 921, B = Efico Enviro 920, C = Efico Alpha 714, F = Efico Alpha 756) (A1 bis A6 und B1 bis B6 sind Beckenbezeichnungen) 52 Abbildung 62: Totallängenentwicklung in mm von Flussbarschen in der Mastphase über den bisherigen Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungsration 53 Abbildung 63: Frischmassezunahme (FM) in g von Flussbarschen in der Mastphase über den Versuchszeitraum in Tagen (± SD) bei unterschiedlicher Fütterungsration (A = 1 % Futter je kg Fischmasse je Tag, B = 1,5 % Futter je kg Fischmasse je Tag, C = 2,0 % Futter je kg Fischmasse je Tag) 53 Abbildung 64: Flussbarsche nach achtwöchiger Ernährung mit carotinhaltigem Laicherfutter (Rotfärbung) (jeweils links im Bild) und Standardfutter (keine Rotfärbung) 54 Abbildung 65: 2,5 m³ Becken im Laichraum zur Haltung von Flussbarschlaichern 57 Abbildung 66: links oben: Gonadenansätze vom Flussbarsch Bornstamm (ausgeglichenes Verhältnis von Weibchen zu Männchen); unten links: Laichtier aus Bornstamm; oben rechts: Gonadenansätze Wildlaicher (nur ein Männchen), unten rechts: ein Wildlaicher 58 Abbildung 67: Flussbarsch Hälterung von Laichtieren für außersaisonale Vermehrung. links: Hälterungseinrichtung im Laichraum, rechts: Wasseraufbereitung des Laichraums (Filterbecken, Biofilter, Sandfilter) 59 Abbildung 68: Extern verbautes Kühlgerät zur Wasserkühlung 60 Abbildung 69: Haltungsbecken für Flussbarsche im Kühlraum im Versuch Frühbrut mit UV-Lampe und Sandfilter 60 Abbildung 70: Biopsie bei Flussbarschrognern zur Ermittlung der Eireife 62 VI Abschlussbericht

9 Abbildung 71: Eireifestadien vom Flussbarsch bei Biopsie: reife Eier (links); unreifes Ei (rechts) (Durchmesser jeweils ca. 1,7 mm) 62 Abschlussbericht VII

10 Abkürzungsverzeichnis cm d FQ g kg l Zentimeter Tag Futterquotient Gramm Kilogramm Liter m³ Kubikmeter mm Millimeter µm Mikrometer MUFA PUFA einfachungesättigte Fettsäure mehrfachungesättigte Fettsäure SAFA.. gesättigte Fettsäure SGR TG spezifische Wachstumsrate Tagesgrade VIII Abschlussbericht

11 1 Zusammenfassung Im Projektzeitraum wurden zahlreiche Versuche zu verschiedenen Abschnitten der Flussbarschaquakultur durchgeführt. Hierbei wurden besonders Haltungsbedingungen, Reproduktion, Handling, Überlebensraten und Deformationsraten erfolgreich bearbeitet. Laichtierhaltung: Zur erfolgreichen Flussbarschproduktion werden mehrmals im Jahr hochqualitative, trockenfutteradaptierte und seuchenfreie Satzfische benötigt. Dies macht die Laichtierhaltung zu einer essentiellen Grundlage für eine erfolgreiche Flussbarschaquakultur. Im Projektzeitraum wurden zu dieser Thematik diverse Versuchsansätze zur Optimierung der Haltungsbedingungen, der Stressvermeidung, der Fütterung und des Handlings erfolgreich durchgeführt. Hierbei wurde mit verschiedenen Haltungssystemen und Elterntierabstammungen gearbeitet. Als wertvolle Verbesserung der Haltungsbedingungen können Unterstände in Laichtierhaltungseinheiten integriert werden, dies führte zu einer gesteigerten Überlebensrate im Elterntierbestand. Vermehrung: Eine kontrollierte Vermehrung von anlageneigenen Elterntieren ist essentiell für die Produktion von Flussbarschen in Aquakultur. Im abgeschlossenen Projektzeitraum wurden verschiedene künstliche Vermehrungsmethoden und unterschiedliche Methoden zur Laichgewinnung getestet. Hierbei zeigte sich, dass besonders hohe Befruchtungsraten bei der künstlichen Befruchtung erzielt werden konnten. Zur Erbrütung von Barschlaich können verschiedene Erbrütungssysteme verwendet werden. Im Projektzeitraum wurden Schwimmkörbe, Erbrütungsgestelle mit McDonalds-Gläsern, Erbrütungsrinnen und Zugergläser verwendet. Der Schlupferfolg hing nicht vom Erbrütungssystem ab, sondern von der Qualität des Eibandes und der Einhaltung optimaler Erbrütungsbedingungen (15-17 C, > 90 % Sauerstoffsättigung, ph = 7-8). Die Erbrütung dauerte ca Tage ( Tagesgrade). Aufzucht: Die Larvenaufzucht ist die herausforderndste Phase in der Flussbarschaquakultur. In diesem Zeitraum muss mit den höchsten Ausfällen des Produktionszyklus (bis zu 80 %) gerechnet werden. Besonders die geringe Größe der Larven von 3-4 mm und die daraus resultierende Empfindlichkeit gegenüber Umwelteinflüssen und Handling können bei Fehlern zu hohen Verlusten im Bestand führen. Zu Projektbeginn wurden deshalb nur Überlebensraten zwischen 10 und 14 % erreicht. Diese konnten im Verlauf des Projektes durch Anpassungen der Haltungsbedingungen, der Fütterung und durch ein optimiertes Handling auf % gesteigert werden. Anfütterung: Mit der Anfütterung der Larven sollte ab dem dritten Tag nach dem Schlupf begonnen werden, da zu diesem Zeitpunkt die Dottersackphase der Larven zum größten Teil abgeschlossen ist. Zur Anfütterung werden hauptsächlich Artemia salina Nauplien verwendet. Die Nauplien werden lebend verfüttert, um den vom Futter ausgehenden Bewegungsreiz für eine genügende Futteraufnahme zu nutzen. Vergleiche mit reiner Trockenfuttergabe zeigten im Versuch keine Nahrungsaufnahme und führten zum Gesamtausfall von Versuchsgruppen. Parallel kann mit gefrosteten Rotatorien und später Bosmiden (Blattfußkrebse) und Moinas (japanische Wasserflöhe) 3 x am Tag zugefüttert werden, um den Nährwert der Gesamtfütterung zu erhöhen. Die Fütterung mit Artemien und Frostfutter sollte bis zum 20. Tag nach dem Schlupf durchgeführt werden. Im Anschluss sollte über einen Zeitraum von 3-4 Tagen sukzessive auf Trockenfutter umgestellt werden. Als Futtermittel wurden Larvenfutter in Pelletgrößen von 250 µm 2,0 mm verwendet. Satzfischhaltung: Zur Haltung juveniler Flussbarsche wurden zahlreiche Versuche zur Optimierung von Haltungsbedingungen, Fütterung und Sortierung durchgeführt. In diesem Zeitraum der Fluss- 1 Abschlussbericht

12 barschaquakultur kann durch verschiedene Haltungsparameter sehr gut auf die Wachstumsleistung Einfluss genommen werden. Diese Aufzuchtphase wird in der Produktion von Besatzdichten zwischen kg/m³, Wassertemperaturen von C und Futterquotienten zwischen 0,9 und 1 geprägt. Mast: Die Mast von Flussbarschen verläuft größtenteils unproblematisch. Die Tiere sind ab einer Größe von ca. 10 g robust und können problemlos sortiert werden. Bei der Hälterung zeigten sich die Tiere kaum krankheitsanfällig. Im Normalfall werden die Tiere in drei Sortierungen gehalten. Als Besatzdichten können kg/m³ empfohlen werden. Zur Fütterung wird während der Mast ein Futter mit einem hohen Protein- und niedrigem Fettgehalt empfohlen. Es ist ebenfalls sinnvoll mit großen Pellets (6 8 mm) zu füttern, da die Tiere so insgesamt weniger Energie bei der Futteraufnahme verbrauchen. Die Futtergröße sollte somit regelmäßig an den Bestand angepasst werden. In der Mast wird damit ein Futterquotient von 1 1,4 erreicht. Das Marktgewicht als Egli ( g) erreicht der Flussbarsch ohne züchterischen Eingriff nach Tagen. Im Durchschnitt wogen die Tiere nach einem Jahr g. Vorwüchser können deutlich höhere Gewichte von bis zu 700 g nach einem Jahr erreichen, was das hohe Potential des Flussbarsches als Aquakulturart unterstreicht. Produktqualität: Zur Steigerung der Produktqualität im Hinblick auf Aussehen und physiologischen Nährwert wurden verschiedene Futterversuche durchgeführt. Es ist wichtig hochqualitative Futtermittel zu verwenden. Außersaisonale Reproduktion Die außersaisonale Reproduktion von Laichtieren ist eine der wichtigsten Voraussetzungen für die wirtschaftliche Produktion einer Fischart in intensiven Kreislaufsystemen. Im Jahresverlauf sollte für eine optimale Ökonomie eine Bereitstellung von Fingerlingen 3-4-mal als Besatzfische für Mastanlagen sichergestellt werden. Beim Flussbarsch müssen die adulten Tiere zur Ausbildung eines Laichansatzes einem künstlichen Winter in Form von Wassertemperaturen von unter 7 C und einem winterlichem Kurztagregime ausgesetzt werden. Nach dieser Kaltphase werden die Wassertemperaturen und die Lichtbedingungen wieder langsam auf einen für die Frühlingszeit typischen Zustand gebracht. Bei Wassertemperaturen um 15 C und entsprechenden Tageslängen erreichen die Fische die Laichreife und können vermehrt werden. Im September 2015, 5 Monate nach der natürlichen Laichzeit, konnte so zum ersten Mal außersaisonal Flussbarschlaich in der Forschungsanlage Born gewonnen werden. Triploidisierung: In der Projektlaufzeit ist eine Qualifizierungsarbeit (Bachelor of Science) zum Thema: Untersuchung zur Erzeugung steriler Bestände des Flussbarsches durch induzierte Triploidisierung in der Forschungsanlage Born betreut und durchgeführt worden (Schmidt, 2015). Die Arbeit wurde dem Bericht zugefügt. Alle Methoden, Ergebnisse und Quellen sind dieser Arbeit zu entnehmen. (siehe Anhang). Ökonomie Die Kosten für eine Aquakulturanlage gliedern sich in Investitionskosten zum Aufbau der Anlage, Operationskosten, Produktionskosten und je nach Produktionsart unter Umständen Kosten für Satzfische (Toner und Schram, 2008).Allgemein muss ein guter Aquakulturstandort Zugang zu ausreichender, sauberer und günstiger Wasserversorgung haben (Brunnen, Oberflächenwasser). Weiterhin ist es wichtig eine gute infrastrukturelle Anbindung zu günstiger Wärme (Heizkosten), Elektrizität, Gasversorgung und Telekomunikation zu gewährleisten. Eine geographische Nähe zu Absatzmärkten verringert den Transportaufwand und die Transportkosten (Toner und Schram, 2008). 2 Abschlussbericht

13 Der Marktpreis und das Marktgewicht von Flussbarschen sind stark von der Region und dem Verarbeitungszustand abhängig. So entsteht eine relative große Preisspanne von 8,00 40 je kg. 2 Einleitung Der Flussbarsch (Perca fluviatilis, L.) steht seit einigen Jahren im Fokus der Wissenschaft und Praxis. Er wird in vielen Regionen Europas als hochwertiger und lukrativer Speisefisch gehandelt. Bezüglich seiner Fleischqualität und seines Geschmacks steht der Flussbarsch dem Zander in nichts nach und wird bisweilen sogar höher geschätzt. Besonders im Voralpenraum erzielen Barschfilets im Premiumsektor bis zu 40 /kg, im Schnitt liegt der Kilopreis bei Laut Mélard et al. (1995) können im europäischen Markt zwischen 5000 und t Flussbarsch abgesetzt werden. Die Fänge der Binnenfischerei erreichen in Europa Größenordnungen von bis zu 2200 t im Jahr. Unter Aquakulturbedingungen werden ca. 500 t je Jahr produziert (Abbildung 1) (FAO, 2014). Somit wird eine Jahresproduktion von ca t auf den Markt gebracht, die nur zu einem geringen Teil den tatsächlichen Bedarf decken kann. Zieht man zusätzlich in Betracht, dass die Fänge der Binnenfischerei in Deutschland (Knaus, 2012) und Mitteleuropa seit Jahren rückläufig sind, muss man feststellen, dass der mitteleuropäische Markt, ähnlich wie beim Zander, von osteuropäischer Importware dominiert wird. Dabei handelt es sich in der Regel um tiefgefrorene Filets aus Fängen der Binnenfischerei, die in Bezug auf Frische, Qualität und Nachhaltigkeit nicht immer den Wünschen der Konsumenten entsprechen (Fontaine, 2004). Besonders der Raubbau an osteuropäischen Gewässern hat zu einem enormen Rückgang der Wildbestände geführt (Öberg, 2008, FAO, 2009). Unter Berücksichtigung dieser Fakten wurde deshalb am Institut für Fischerei im Dezember 2013 ein Projekt zur Etablierung des Flussbarsches unter Brackwasserbedingungen in Aquakultur initiiert, um die nachhaltige Produktion von Flussbarschen zu ermöglichen, die Bedarfslücke am Markt zu verringern und den Befischungsdruck natürlicher Gewässer zu reduzieren. Dabei wurden Grundlagen zur Zucht und Produktion von Flussbarschen unter Praxisbedingungen erarbeitet. Besonders die Steigerung der Überlebensrate, die Senkung der Deformationsrate, die Optimierung der Haltungsbedingungen und die außersaisonale Reproduktion waren Teilziele dieses Projektes. Im Projekt wurden zu diesen Arbeitszielen verschiedene Engpässe erkannt und erfolgreich bearbeitet. Abbildung 1: globale Aquakulturproduktion von Flussbarschen seit 1950 in Tonnen Abschlussbericht 3

14 3 Erprobung physiologischer Ansprüche an das Haltungsmanagement/ Verfahrenserprobung der Produktion 3.1 Allgemeine Übersicht Im Projektzeitraum wurden zahlreiche Versuche zur Laichtierhaltung, Erbrütung, Larvenanzucht und -aufzucht sowie zur Jungfischhaltung durchgeführt. Weiterhin wurde die Haltung mastreifer Fische erprobt. Ein Entwicklungszyklus vom Ei bis zum 300 g Fisch konnte innerhalb von 12 Monaten abgeschlossen werden. Hierbei wurden wertvolle Erkenntnisse zur Handhabung und zum Verhalten von Flussbarschen in Aquakultursystemen über alle Altersklassen gewonnen. 3.2 Laichtierhaltung Allgemeiner Überblick Zur erfolgreichen Flussbarschproduktion werden mehrmals im Jahr hochqualitative, trockenfutteradaptierte und seuchenfreie Satzfische benötigt. Diese sind jedoch bei der momentanen Marktlage nicht in ausreichender Anzahl und Regelmäßigkeit für eine durchgängige Aquakulturproduktion verfügbar. Dies macht die Laichtierhaltung zu einer essentiellen Grundlage für eine erfolgreiche Flussbarschaquakultur. Im Projektzeitraum wurden zu dieser Thematik diverse Versuchsansätze zur Optimierung der Haltungsbedingungen, der Stressvermeidung, der Fütterung und des Handlings erfolgreich durchgeführt. Hierbei wurde mit verschiedenen Haltungssystemen und Elterntierabstammungen gearbeitet Haltungssysteme Zur Haltung der Elterntierbestände wurden vier verschiedene Haltungssysteme verwendet. Die Tiere wurden in Durchflussrinnen (1,6 m³), Rundbecken (3 5 m³), Rinnen (4 m³) und einem Teich (ca. 50 m³) gehalten (Abbildung 2). Die verschiedenen Haltungssysteme wiesen einen unterschiedlichen Technologisierungsgrad auf. Die Haltungseinheiten Teich und Durchflussrinne wurden durchgängig mit Oberflächenwasser bespeist. Diese Haltungssysteme sind dem natürlichen Temperatur- und Tagesgang ausgesetzt. Durch eine permanenete Sauerstoff- und Wasserstandsüberwachung ist dieser Anlagenteil gegen Havarien gesichert. Eine zusätzliche Versorgung mit technischem Sauerstoff kann zur Sicherung optimaler Haltungsbedingungen, z.b. bei hohen Wassertemperaturen verbunden mit hoher Sauerstoffzehrung, zugeschaltet werden. Die Hälterung in Rundbecken und Rinnen in Kreislaufanlagen ist hingegen permanent steuerbar, kontrollierbar und alarmgesichert. In jedem System ist eine Wasseraufbereitung in Form von Sandfilter, Biofilter, Trommelfilter und UV-Strecke verbaut, um die Wasserqualität hoch und den Keimdruck niedrig zu halten. Zur Manipulation von Temperatur- und Tageszyklen verfügen einige Versuchseinheiten weiterhin über eine Licht- und Temperatursteuerung. 4 Abschlussbericht

15 Abbildung 2: geeignete Einheiten zur Laichtierhaltung: Teich (oben links); Durchflussrinne (oben rechts), Kreislaufanlage Rinnen (unten links); Kreislaufanlage Rundbecken(unten rechts) Rekrutierung von Elterntieren Die Beschaffung eines bereits züchterisch bearbeiteten Elterntierbestandes war nicht möglich. Es gibt in Europa zwar mehrere Zuchtstämme, Tiermaterial aus diesen Beständen war jedoch nicht zu erwerben. Aus diesem Grund sollte für die Vermehrung in Born ein Laichtierbestand aus Wildpopulationen aufgebaut werden. Das Ausgangsmaterial stammte aus dem Hohen Sprenzer See von der Fischerei W. Loch und wurde als Grundstock benutzt. Durch hohe Verluste während der Reproduktionsperiode im Mai 2014 musste dieser Bestand jedoch im Jahr 2015 größtenteils ersetzt werden. Inzwischen wurden vielversprechende Nachkommen (F1) aus der Vermehrung von Wildfängen (P0) der Jahre 2013 und 2014 (ca. 250 Stück je Vermehrung) als Nachwuchslaicher rekrutiert. Diese F1-Tiere sind Teil der Basis eines zukünftigen Elterntierbestandes in Born. Tabelle 1: Übersicht Elterntiere (Mittelwerte ± SD, TL = Totallänge) Herkunft Datum mittleres Gewicht in g (Rogner) mittlere TL in cm (Rogner) mittleres Gewicht in g (Milchner) mittlere TL in cm (Milchner) Wildlaicher ,45 ± 46,32 28,35 ± 9,53 123,36 ± 22,36 19,63 ± 2,97 Born ,87 ± 321,37 36,25 ± 6,34 296,35 ± 11,63 28,78 ± 5,37 Born ,32 ± 152,32 29,32 ± 5,21 198,47 ± 14,36 25,41 ± 2,13 Abschlussbericht 5

16 Abbildung 3: Flussbarsche in Born: Wildlaicher P0 (oben), Born F (Mitte), Born F (unten) Alter und Größe von Elterntieren Das Alter der Elterntiere wirkt sich stark auf die Eimenge und besonders die Eiqualität aus (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Junge Tiere bilden meist Eier mit minderer Qualität aus. Deshalb werden von Erstlaichern oft keine zusammenhängenden Eibänder sondern nur Fetzen gewonnen. Ein Mindestalter von 2-3 Jahren sollte beim Flussbarsch erreicht sein, bevor die Tiere zur Vermehrung genutzt werden, da Männchen erst durchschnittlich mit ein bis zwei Jahren und Weibchen erst mit drei bis vier Jahren die Geschlechtsreife erreichen (Fishbase et al., 2015). Die Eibändern können zwischen wenigen Tausend und Eier beinhalten. Dies hängt maßgeblich von der Größe des Rogners ab (Eckmann & Schleuter- Hofmann, 2013). Durch Vermehrung kleiner Weibchen können im Normalfall auch nur kleine Eier (Eizahl ca. 235/ml) gewonnen werden. Dies wirkt sich wiederum negativ auf die durchschnittliche Larvengröße und die Überlebensfähigkeit der Larven nach dem Schlupf aus. Es werden große Rogner mit großen Eidurchmessern benötigt (Eizahl ca. 175/ml) Fütterung Die Fütterung der Laichtiere unterscheidet sich je nach Herkunft der Elterntiere. Tiere aus eigener Nachzucht sind trockenfutteradaptiert und werden mit handelsüblichen Pellets entsprechender Körnung ernährt. Ein spezielles Laichtierfutter (Skretting Forelle Vitalis) (Tabelle 2) hat sich dafür bewährt. Dieses Futter erfüllt hohe Qualitätsstandards und beinhaltet eine Vielzahl von Inhaltstoffen (z.b. Vitamine, Mikronährstoffe usw.), die für den Erhalt eines optimalen Ernährungszustandes, eines guten Gesundheitszustandes und die Ausbildung einer hohen Fe- 6 Abschlussbericht

17 kundität der Tiere benötigt werden. Die Fütterung erfolgte täglich u.a. mit Futterautomaten. Zusätzlich erfolgte eine Fütterung mit verschiedenen Frostfuttermitteln (Stinte Weißfisch, Tintenfisch, Krebstiere), um die Ernährung der Tiere noch weiter zu optimieren (Abbildung 4). Hierbei ist jedoch besonders auf seuchenfreie und hygienisch hochwertig produzierte Produkte zu achten, um eine Einschleppung von Krankheiten in die Bestände zu vermeiden. Durch eine Schockfrostung bei bis zu - 81 C wird dies sichergestellt. Durch die Handfütterung entstand ein erhöhter Arbeitsaufwand. Die Handfütterung erfolgt nur 2 3-mal in der Woche, um bei den Tieren eine aggressive Futteraufnahme zu provozieren. Dies ist wichtig, da nicht gefressenes Frostfutter sonst leicht negative Auswirkungen auf die Wasserqualität im System haben kann. Tabelle 2: Zusammensetzung Skretting Forelle Vitalis (8 mm) Inhalstoffe Anteil in % Mikronährstoffe in mg/kg Vitamine Sonstiges Rohprotein 44 Eisen 62 A Antioxidanten Rohfett 16 Jod 3,1 D3 Farbstoff (Astaxanthin 25mg/kg) Rohfaser 2 Kupfer 8 Rohasche 1 Mangan 23 Kalzium 2,5 Zink 190 Natrium 0,1 Phosphor 1,5 Abbildung 4: TK-Stinte (4-11 cm) Haltungsbedingungen Es stellte sich heraus, dass ein dünner Besatz von 5 15 kg/m³ für die Elterntierhaltung optimal ist. Durch diese niedrigen Besatzdichten sinkt der Keimdruck auf die Fische. Es wurden jeweils 50 % Rogner und 50 % Milchner zusammen gehalten. Die Haltung und die Regenerationsphase der Laichtiere fanden jeweils bei C und einem Tag-Nacht-Rhythmus von 16 h hell zu 8 h dunkel statt. Aus dieser Haltung wurden dann jeweils bestimmte Kohorten in die künstliche Winterung genommen, welche in speziellen Laichräumen stattfand (siehe: 3 Außersaisonale Reproduktion). Die Sauerstoffsättigung betrug zu jedem Zeitpunkt der Haltung mindestens 95 %. Der ph-wert lag im System im Mittel bei 7,5. Unter diesen Bedingungen war die Leistung der Mikroorganismen zum Umsatz gelöster Stickstoffverbindungen im Biofilter am Größten Herausforderungen der Laichtierhaltung Mortalität/Laichstress Die Haltung von Flussbarschelterntieren kann im Vermehrungszeitraum zu hohen Verlustraten führen. Die Tiere reagieren gestresst und sind zudem krankheitsanfälliger. Dies wurde im Reproduktionszeitraum 2014 beobachtet (Abbildung 5). Weiterhin konnten in der Teichhaltung Abschlussbericht 7

18 Verwundungen der Elterntiere durch Wasservögel festgestellt werden, welche zu erhöhten Verlusten im Bestand führten (Abbildung 6). Abbildung 5: verstorbenes Laichtier Abbildung 6: Kormoran auf Laichteich Einfluss von Versteckmöglichkeiten auf die Überlebensrate von Flussbarschelterntiere Aus den Erfahrungen der Reproduktionen 2013 und 2014 entstand eine alternative Laichtierhaltung mit dem Ziel, durch die Einbringung von Unterständen in den Haltungsbecken den Stress der Tiere und somit die Mortalität zu minimieren. Als Unterstände wurden verschiedene Materialien, wie natürliches Reisig und Schilfmattenkonstruktionen verwendet (Abbildung 7). Die Versteckmöglichkeiten wurden in Durchflussrinnen (1,6 m³) der Kaltwasseranlage genutzt. Die Schilfmatten wurden so angeordnet, dass es in Teilen der Rinnen zu einer Senkung der Strömungsgeschwindigkeit kam und somit Strömungsschatten entstanden. Es wurden jeweils zwei Rinnen mit Wildtieren (P) und zwei Rinnen mit anlageneigenen einjährigen Fischen (F1) besetzt. Alle Elterntiere nahmen die Unterstände direkt an und zeigten ein 8 Abschlussbericht

19 ruhiges Verhalten bei den täglichen Kontrollen. Die Überlebensrate betrug im Vermehrungszeitraum 2015 dank dieser Neuerungen 96 %. Es gab keine Unterschiede in der Überlebensrate zwischen den beiden Elterntierbeständen. Abbildung 7: Durchflussrinne mit installierten Unterständen aus Schilfmatten/Ästen Verhinderung von Verwundungen durch Wasservögel Die Verwendung von Vogelschutznetzen (Abbildung 8) verhinderte durch Wasservögel verursachte Verluste in der Elterntierpopulation vollständig. Abbildung 8: Laichteich in Born mit installiertem Vogelschutznetz 3.3 Vermehrung/Laichgewinnung Allgemeine Übersicht Flussbarsche zählen zu den Frühjahrslaichern und legen je nach Region zwischen Februar und Juli ihre Eier ab (Fishbase et al., 2015). Dabei werden kleine Wanderungen innerhalb des Gewässers vorgenommen, so kommen Barsche aus tieferen Bereichen ins Litoral oder Küsten- Abschlussbericht 9

20 bewohnende sogar ins Süßwasser (anadrome Wanderung) (Eckmann & Schleuter-Hofmann, 2013). Das Litoral wird aufgesucht, weil es geeignete Laichplätze, wie Wasserpflanzen, Äste, Schilf oder ähnlichen Strukturen enthält. Der Milchner hält sich zuerst am Laichplatz auf, kommt der Rogner dazu, kann es zu polyandrischen Befruchtungen des Geleges kommen (Fishbase et al., 2015). (Schmidt, 2015) Eine kontrollierte Vermehrung von anlageneigenen Elterntieren ist essentiell für die Produktion von Flussbarschen in Aquakultur. Die natürliche Laichzeit von Flussbarschen liegt in unseren geologischen und klimatischen Breiten zwischen Ende März und Mitte Mai. Die Tiere laichen bei Temperaturen zwischen 13 und 16 C natürlich auf Substrat (Wasserpflanzen) ab. Im abgeschlossenen Projektzeitraum wurden verschiedene künstliche Vermehrungsmethoden und unterschiedliche Methoden zur Laichgewinnung getestet Verwendung von Wildlaich Im Projektzeitraum wurde teilweise mit Wildlaich aus dem Hohen Sprenzer See gearbeitet. Die Laichbänder wurden von einem Fischer gesammelt und in gleichalte Chargen eingeteilt. Der Laich wurde dann in Transportsäcken (Zugabe von Sauerstoff) in die Erbrütung der Forschungsanlage Born überführt. Im Frühjahr 2014 wurden ca. 4 l Laich und im Frühjahr 2015 ca. 2 l Laich auf diese Art gewonnen und erbrütet. Durch die Nutzung von Wildlaich können zwar große Mengen an Laich generiert werden, dieser birgt jedoch hygienische Risiken und ist zudem nur einmal im Jahr verfügbar Vermehrungsmethoden Zur Vermehrung von Flussbarschelterntieren wurden zwei Methoden verwendet. Diese Methoden wurden mit Wildlaichern und Elterntieren aus eigener Nachzucht getestet. Die Arbeitsabläufe wurden dabei für die Flussbarschvermehrung optimiert Künstliche Vermehrung Die künstliche Reproduktion von Fischen ist in der Aquakultur bei verschiedenen Fischarten das Optimum. Auch bei der Vermehrung von Flussbarschen kommen die Vorteile dieser Methode zum Tragen. Besonders die Kontrolle über den Laichvorgang, das Wissen über den genauen Laich- und Befruchtungszeitpunkt und hohe Befruchtungsraten wirken sich positiv auf den Erfolg der Reproduktion aus. Zur Durchführung der künstlichen Reproduktion von Flussbarschen sind mehrere genau zeitlich aufeinander abgestimmte Arbeitsschritte zu beachten (Abbildung 9). Am wichtigsten hierbei ist die tägliche Kontrolle der Elterntiere auf ihren Reifegrad. Diese Kontrollen müssen kurz nach Sonnenaufgang stattfinden, da dies als Hauptlaichzeitpunkt es beobachtet wurde. Im Zuge dessen wurden die Rogner durch vorsichtigen ventralen Druck in Richtung der Geschlechtsöffnung auf die Abgabe von Eibändern animiert (Abbildung 9). Bei reifen Rognern kann so leicht Laich gewonnen werden. Es ist darauf zu achten, dass die Eibänder zu diesem Zeitpunkt keinem Wasserkontakt ausgesetzt werden, um eine Quellung der Eier, welche die spätere Befruchtung verhindern würde, zu vermeiden. Falls bei geringem Druck keine zusammenhängenden Eibänder aufgefangen werden können ist das Tier noch nicht laichbereit und der Vorgang muss zu einem späteren Zeitpunkt wiederholt werden. Nach dem erfolgreichen Abstreifen eines Eibandes kann dieses mit Spermien versetzt werden. Diese können von männlichen Tieren entweder durch direktes Abstreifen auf die Eier oder durch die Entnahme mit Hilfe einer Spritze gewonnen werden (Abbildung 9). Im Versuchszeitraum 2015 wurden mindestens drei Männchen zur Befruchtung eines Eibandes verwendet, um die genetische Vielfalt zu erhöhen und der Gefahr einer mangelhaften Befruchtung aufgrund steriler Milchner vorzubeugen. Im nächsten Arbeitsschritt wurde Wasser zu dem Ei- Spermiengemisch gegeben und die Befruchtung unter vorsichtigem Rühren mit einer Feder vollzogen. Danach wurden die Gesamteizahl und die Gesamt- 10 Abschlussbericht

21 masse bestimmt. Dann wurden die befruchteten Eibänder für Versuche auf unterschiedliche Erbrütungseinheiten aufgeteilt. Im Vermehrungszeitraum 2015 konnten auf diese Art Befruchtungsraten von über Ø = 90 % und folglich Schlupfraten von über Ø = 85 % bei künstlich befruchtetem Laich erzielt werden. Durch den Einsatz der künstlichen Vermehrung können Eibänder mit hoher Qualität gewonnen werden, dies ist jedoch mit einem deutlich höheren personellen Arbeitsaufwand im Vergleich zu anderen Vermehrungsmethoden verbunden. Abbildung 9: künstliche Befruchtung vom Flussbarsch: laichreife Rogner (oben links), Spermiengewinnung mit Spritze (oben Mitte), Spermiengewinnung durch Abstreifen (oben rechts); trockenes Eiband (unten links); Aktivierung der Befruchtung durch Zugabe von Wasser, Eizahlbestimmung (unten Mitte) und Überführung in ein Zugerglas für die Erbrütung (unten rechts) (Fotos: M. Schmidt 2015) Laichgewinnung durch den Einsatz von Laichsubstrat Eine weitere Möglichkeit zur Laichgewinnung und Vermehrung von Flussbarschen ist die Nutzung des natürlichen Laichvorgangs auf Laichsubstrat. Dazu wurden im Vermehrungszeitraum 2014 und 2015 vier verschiedene Materialen in die Haltungseinheiten eingebracht. Es wurden Reisig, Laichmatten (Kokos-Fußmatte), Laichbürsten und künstliche Wasserpflanzen verwendet (Abbildung 10). Alle Laichsubstrate wurden von den Elterntieren gut angenommen. Diese Form der Laichgewinnung setzt eine tägliche Kontrolle der Haltungseinheiten und eine direkte Überführung der der bereits befruchteten Laichbänder in die Erbrütungsmodule voraus. Insgesamt ist bei dieser Art der Reproduktion im Vergleich zur künstlichen Vermehrung weniger Arbeitsaufwand notwendig. Es wurden jedoch deutlich schlechtere Befruchtungsraten (Ø = 45 %) und Schlupfraten (Ø = 37 %) erfasst. Besonders wichtig ist die Verwendung strömungsarmer, kleiner (max. 1,5 m³) Becken zur Anpaarung. Es ist darauf zu achten, dass 2 3 reife Männchen pro Weibchen besetzt werden, um die Wahrscheinlichkeit einer erfolgreichen Befruchtung zu erhöhen. Abschlussbericht 11

22 Abbildung 10: verschiedene Laichsubstrate mit Eibändern(von links nach rechts): Reisig, Laichmatte, Laichbürste, künstliche Wasserpflanzen 3.4 Erbrütung Allgemeine Übersicht Zur Erbrütung von Barschlaich können verschiedene Erbrütungssysteme verwendet werden. Im Projektzeitraum wurden Schwimmkörbe, Erbrütungsgestelle mit McDonalds-Gläsern, Erbrütungsrinnen und Zugergläser verwendet. Mit allen Systemen konnte erfolgreich erbrütet werden. Der Schlupferfolg hing nicht vom Erbrütungssystem ab, sondern von der Qualität des Eibandes und der Einhaltung optimaler Erbrütungsbedingungen (15-17 C, > 90 % Sauerstoffsättigung, ph = 7-8). Die Erbrütung dauerte ca Tage ( Tagesgrade) Erbrütung 2014 Der gewonnene Laich wurde in 2014 auf zwei verschiedene Weisen erbrütet. Ein Teil des Laichs wurde dazu in schwimmfähige Körbe gelegt (Abbildung 11). Die Erbrütung fand unter Brackwasserbedingungen bei C statt. Die Behälter (300 l) wurden ständig mit frischem Wasser bespeist, sodass eine ausreichende Sauerstoffsättigung von durchschnittlich 93 % und eine optimale Wasserqualität in Bezug auf gelöste Stickstoffverbindungen gewährleistet werden konnte. Leider musste dieser Versuch abgebrochen werden, da die Schwebstoffbelastung des Anlagenwassers zu hoch war und die Gelege ständig mit einem Film aus organischem Material besetzt waren. Trotz regelmäßiger Reinigung kam es zu einem Totalausfall dieser Gelege. Aufgrund dieser Ergebnisse wurde der Rest der Gelege in McDonalds-Gläsern (Abbildung 11) zwischen C erbrütet. Hierbei handelte es sich um Barschlaich aus dem Hohen Sprenzer See sowie um Laich von eigenen Fischen. Der Erbrütungserfolg und die Schlupfrate der verschiedenen Eier waren sehr unterschiedlich. Der Laich des Bornstamms wurde zu 100 % verworfen, da die Eier mangelnde Befruchtungsraten aufwiesen und schnell verpilzten. Da diese Tiere jedoch Erstlaicher waren, wurde diese mangelhafte Eiqualität und Überlebensrate erwartet. Der Laich der Wildtiere brachte bessere Erfolge, obwohl auch hier hohe Verluste zu verzeichnen waren, diese waren wahrscheinlich der zu diesem Zeitpunkt schlechten Wasserqualität in der Durchflussanlage und dem eher schlechten Zustand der Elterntiere zuzuschreiben. Der zugekaufte Laich aus dem Hohen Sprenzer See erreichte eine Schlupfrate von annähernd 75 %. 12 Abschlussbericht

23 Abbildung 11: Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches in Schwimmkörben im Brackwasser (links) und in McDonalds Gläsern (rechts) Erbrütung 2015 Während der Laichzeit im Frühjahr 2015 ( ) wurden Zugergläser, Erbrütungsrinnen, und McDonalds-Gläser zur Erbrütung von insgesamt 6,45 l Laich verwendet (Abbildung 12). Der Laich stammte zu 72 % von Wildlaichern und zu 28 % von Elterntieren aus eigener Produktion. Insgesamt konnte ein Schlupferfolg von 65 % bei den Wildlaichern erreicht werden. Der Laich des Bornstammes zeigte nur 5 % Schlupferfolg, was aufgrund des zu geringen Alters der Tiere erwartet wurde. Abbildung 12: Unterschiedliche Erbrütungseinheiten für die Erbrütung von Laichbändern des Flussbarsches: Erbrütungsrinne (links), McDonalds-Gläser (Mitte), Zugerglas (rechts) Abschlussbericht 13

24 3.4.4 Eientwicklung Die Eientwicklung wurde während der Erbrütungszeiträume 2014 und 2015 täglich überwacht und dokumentiert. Eine Beobachtung der verschiedenen Eistadien gab Aufschluss über den Stand der Entwicklung und ermöglichte eine relativ genaue Voraussage des Schlupfzeitpunkts. Allgemein ist dies von großer Bedeutung, da vor dem Schlupf Gazekäfige und Anzuchtbecken vorbereitet werden müssen. Weiterhin können so durch regelmäßige Kontrollen unter dem Mikroskop niedrige Befruchtungsraten, Deformationen und Verpilzungen in Gelegen zeitnah erkannt werden. Diese qualitativ minderwertigen Gelege können dann sofort aus den jeweiligen Erbrütungssystemen entfernt werden, was zu einer Optimierung der Wasserqualität, der Erbrütungskapazitäten, der Hygiene und des Handlings beiträgt. Abbildung 13: befruchteter Barschlaich (1 Tag alt) In Abbildung 13 ist befruchteter Barschlaich dargestellt. Der Laich ist einen Tag alt und die Keimscheibenbildung ist deutlich erkennbar. Zu diesem Zeitpunkt ist die Kontrolle des Laiches wichtig, um die gesamte Befruchtungsrate eines Eibandes zu bestimmen. Beträgt diese unter 10 % sollte das Laichband verworfen werden, um Verpilzungen entgegen zu wirken. Weiterhin kann eine mangelhafte Befruchtung ein Hinweis auf eine schlechte Ei- oder Spermienqualität sein, was folglich eine schlechte Larvenqualität hervorrufen kann. Nur wenn insgesamt wenig Laich vorhanden ist sollte man dazu übergehen unbefruchtete Teile von Laichbändern zu diesem Zeitpunkt vorsorglich zu entfernen. 14 Abschlussbericht

25 Abbildung 14: Ei eines Flussbarsches 5-6 Tage nach der Befruchtung In weiteren Entwicklungsverlauf können erste Schlüsse auf die Größe der Larven, den Deformationsgrad und den Schlupferfolg gezogen werden (Abbildung14). Vorhandene Hälterungseinheiten für den bevorstehenden Schlupf sind inzwischen einsatzbereit. Abbildung 15: Augenpunktstadium eines Flussbarsches 9 Tage nach Befruchtung Nach Erreichen des Augenpunktstadiums (Abbildung 15) steht der Schlupf kurz bevor. Ab diesem Zeitpunkt können starke Bewegungen in den Laichbändern beobachtet werden. Gazenetze ( µm) zum Auffangen der Larven müssen zu diesem Zeitpunkt in die Systeme eingebracht werden. Abschlussbericht 15

26 Abbildung 16: Dottersacklarve eines Flussbarsches (4 mm) direkt nach dem Schlupf (links); gesammelter Schlupf eines Tages (rechts) Frischgeschlüpfte Dottersacklarven (Abbildung 16) erreichen Größen zwischen 3 5 mm und sind nach dem Schlupf sehr empfindlich. Sie benötigen reinstes Haltungswasser und müssen schonend behandelt werden. Es ist wichtig eine Schlupftrennung durchzuführen, d.h. nur der Schlupf eines Tages wird zusammen in einem Aufzuchtbecken besetzt. Die Larvenzahl wurde in der Forschungsanlage Born durch das Auslitern und Auszählen mehrerer Proben erfasst und hochgerechnet. Im Erbrütungszeitraum 2014 wurden ca und im Erbrütungszeitraum 2015 ca Larven erbrütet. 3.5 Larvenaufzucht Allgemeiner Überblick Die Larvenaufzucht ist die herausforderndste Phase in der Flussbarschaquakultur. In diesem Zeitraum muss mit den höchsten Ausfällen des Produktionszyklus (bis zu 80 %) gerechnet werden. Besonders die geringe Größe der Larven von 3-4 mm und die daraus resultierende Empfindlichkeit gegenüber Umwelteinflüssen und Handling können bei Fehlern zu hohen Verlusten im Bestand führen. Flussbarsche gehören biologisch, wie viele andere Fischarten, zu den R- Strategen. Diese Reproduktionsstrategie sieht es natürlicher Weise vor eine hohe Zahl an Nachkommen zu produzieren, sodass später mindestens ein geringer Prozentsatz überlebt und sich wieder reproduzieren kann. Dies führt dazu, dass bei jeder Vermehrung zwar tausende Larven produziert werden, aber ein gewisser Teil dieses Schlupfes auch trotz optimaler Haltungsbedingungen nicht überlebensfähig ist. Zu Projektbeginn wurden deshalb nur Überlebensraten zwischen 10 und 14 % erreicht. Diese konnten im Verlauf des Projektes durch Anpassungen der Haltungsbedingungen, der Fütterung und durch ein optimiertes Handling auf % gesteigert werden. Insgesamt ist dies somit eine deutlich höhere Überlebensrate als unter natürlichen Bedingungen. Trotz dieser deutlichen Senkung der Mortalität muss an weiteren Parametern zur Verbesserung gearbeitet werden. Besonders durch die Optimierung der Eiqualität mit Hilfe hochqualitativer an Aquakulturbedingungen angepasster Elterntierbestände steht ein enormes Potential zur Steigerung der Überlebensraten zur Verfügung. Eine hohe Laichproduktion kann zwar allein durch eine große Menge an Larven gewisse Ausfälle abfangen, ist jedoch keinesfalls als befriedigende und dauerhafte Lösung anzusehen. 16 Abschlussbericht

27 Die angesprochene Empfindlichkeit der Larven gegenüber ihrer Haltungsumwelt, mangelhafter Ernährung und Handling können bei unzureichender Optimierung zu vielfältigen Deformationen führen, was den Fisch aus ökonomischer Sichtweise wertlos macht. Zu bestimmten physiologischen Entwicklungsstadien der Larven sollte durch tägliche Kontrolle sichergestellt werden, dass die Haltungsbedingungen ständig an die jeweiligen Bedürfnisse der Tiere angepasst sind. Falls dies unterlassen wird, ist mit irreversiblen Fehlbildungen zu rechnen. Es ist außerdem bekannt, dass Perciden, wie Flussbarsche und Zander, zu kannibalistischem Verhalten neigen, welchem frühzeitig durch konsequentes Besatzmanagement und regelmäßige Sortierungen entgegen gewirkt werden muss. Weiterhin wird während der Larvenaufzucht eine Mischung verschiedener hochqualitativer Futtermittel benötigt. Besonders die Notwendigkeit der Anfütterung mit Lebendnahrung erfordert eine genaue zeitliche Abstimmung von Arbeitsabläufen und führt unausweichlich zu einem gesteigerten Arbeitsaufwand. Da die Tiere in der Lebendfutterphase mit einer hohen Dichte an Nährtieren gefüttert werden müssen kann es zu Belastungen im Haltungswasser und somit zu einem erhöhten Reinigungsaufwand kommen Haltungseinheiten Zur Haltung von Flussbarschlarven können verschiedene Systeme verwendet werden. Es ist jedoch immer wichtig, dass hohe Anforderungen an die Wasseraufbereitung und die Betriebssicherheit gelegt werden. Während der Arbeiten im Projekt wurden 500 l Rundbecken mit Räumervorrichtung, Rinnen (ca. 0,4?? m³) und Aquarien (40 und 90 l) verwendet (Abbildung 17). Alle Haltungseinheiten wiesen gewisse Vor- und Nachteile auf. Für eine optimale Anzucht sind Besatzdichten zwischen 50 und 100 Larven je Liter Haltungsvolumen zu bevorzugen. Abbildung 17: Haltungseinheiten für Flussbarschlarven: Räumermodul (oben links); Rinnen (oben rechts); Aquarienmodul 90 l (unten links); Aquarienmodul 40 l (unten rechts) Abschlussbericht 17